Documentos relacionados con SBA15
Centrífuga de alta velocidad TG16 (19310 g, Changsha Yingtai Instrument Co., Ltd.); 2000 espectrofotómetro UV-visible (Unocal Shanghai Instrument Factory); espectrómetro infrarrojo Vertex 70 (Bruker, Alemania); Termostato de agitación magnético modelo 3250B (Tianjin Otter Sands Instrument Co., Ltd.).
¿Tamiz molecular mesoporoso SBA? Utilizando el tensioactivo pouronic p 123 (EO 20 po 70 EO 20, Aldrich Company, EE. UU.) como plantilla y ácido clorhídrico concentrado (35% ~ 37%) como catalizador, se sintetizó 15. Ortosilicato de etilo (Si(OC2H5)4, TEOS, 95,0%, Junsei Chemical Company. Los métodos de síntesis de los tamices moleculares mesoporosos numerados Lu001 y LLSD1 son básicamente los mismos, excepto que las materias primas son ligeramente diferentes. Su área de superficie específica BET es 762 m2/g, el volumen de poro es 0,87 cm3/g, el diámetro de poro es 7,65438 ± 0,8 nm y el espesor de pared es 3,55 nm. La lipasa Candida (CRL) se adquirió de Amano Enzyme Technology Company en Japón y el kit de cuantificación de proteínas BCA. se compró a Pierce en los Estados Unidos. El agua experimental es agua bidestilada.
2.2 Prueba de infrarrojos por transformada de Fourier (FT? IR)
Se secaron 300 mg de KBr a 115ºC. °C durante 10 h. Mezclar con 2,2 mg de muestra y triturar hasta obtener un polvo fino en un mortero, luego se comprimen en tabletas inmediatamente después del secado, se colocan en la celda in situ del espectrómetro de infrarrojos para realizar pruebas. cm-1. El rango del número de onda de escaneo es de 4000 ~ 400 cm-1 y el número de escaneos es 128 veces.
Fijación en 2.3 CRL? 15 en SBA
tampón de fosfato CRL (. pH 7,0). Centrifugar a 3000 r/min durante 65438 ± 05 min, recoger el sobrenadante para obtener la solución de enzima original. ¿Qué pasará con una cantidad adecuada de SBA? Poner 15 en la solución de colagenasa y agitar a 150 ~ 200 r/. min para adsorber 210.000 r/min, luego centrifugar a 10.000 r/min durante 15 min, recoger el sobrenadante como refinado Lavar el tamiz molecular 4 veces con tampón fosfato para eluir la enzima ligeramente unida y centrifugar el eluato a 10.000 r/min. mínimo 15 minutos, tomar el sobrenadante como solución de limpieza, medir el contenido de proteína enzimática de la solución enzimática original, el refinado y la solución de limpieza, calcular la cantidad fija de proteína enzimática (Mg) en función del balance de materia y calcular la cantidad fija. de proteína enzimática por unidad de masa de tamiz molecular. Como carga de enzima (Mg/g).
2.4 Fuga de CRL inmovilizado
Transferir de 15 a 70 mL de solución tampón fosfato, Agitar. 150 ~ 200 r/min en un baño de agua a 15 °C y tomar muestras regularmente. Centrifugar la muestra a 10.000 r/min durante 15 minutos y analizar la fuga de enzimas y proteínas en el sobrenadante. 2.5 Métodos cuantitativos
Se utilizaron espectrofotometría UV de longitud de onda única, espectrofotometría UV de longitud de onda dual y método BCA para determinar el contenido de proteína en la muestra. La fórmula del método UV de longitud de onda única es: C (. proteína) (g/L) = F×A280×D/d, donde A280 es la absorbancia a una longitud de onda de 280 nm, D es el factor de dilución de la solución, D es el espesor de la cubeta (cm) y f). ¿El factor de corrección es Warburg, UV de doble longitud? La fórmula cristiana es: c (proteína) (g/l) = 1,55 a280-0,76 a260; La fórmula de Kalckar es: c (proteína) (g/l) = 1,45A280-0,74A260 donde A260 y A280 son la absorbancia a 260 nm y 280 nm respectivamente. El método BCA se determina basándose en el método de cuantificación de proteínas de la American Pierce Company. Química analítica Volumen 37 Número 8 Business Review et al.: ¿Tamiz molecular mesoporoso SBA? Determinación del método de análisis cuantitativo sólido de lipasa 15 3.1 Comparación de métodos cuantitativos de proteínas
La Figura 1 muestra que las soluciones de CRL de diferentes concentraciones tienen un fuerte pico de absorción a 260 ~ 280 nm, que es un pico característico de los aminoácidos aromáticos. en proteínas. , utilizado para la determinación del contenido de proteínas.
Se diluyó una solución de CRL con una concentración de enzima cruda de 6 g/l en diferentes tiempos para obtener una serie de soluciones de enzima con concentraciones relativas conocidas. La concentración de la enzima se midió utilizando los métodos UV de longitud de onda única y de longitud de onda dual y el método BCA, respectivamente, para verificar si la relación de concentración medida era consistente con su concentración relativa, determinando así la precisión de cada método de detección. Los resultados de la Figura 2 muestran que los resultados de la medición del método BCA son los más cercanos a la concentración relativa de la muestra diluida, los resultados de la medición del método UV de doble longitud de onda están cerca del método BCA y los resultados de la medición del método de una sola longitud de onda. El método de longitud de onda es mucho más alto que el método BCA y el método UV de doble longitud de onda. Según los resultados del cálculo de la concentración relativa en la Tabla 1, el error relativo del método BCA es el más pequeño, mientras que los errores relativos de los métodos UV de longitud de onda única y de longitud de onda dual son mayores. Esto se debe a que el principio del método BCA es que el Cu2+ en CuSO4 quela las moléculas de proteínas y se produce una reacción de color para probar la absorbancia, por lo que tiene una gran capacidad antiinterferente y una alta precisión. La espectrofotometría UV tiene pocos pasos, es sencilla y rápida, no requiere reactivos cromogénicos y no consume muestras. Sin embargo, la detección directa del valor de densidad óptica se ve muy afectada por la interferencia de impurezas en la solución y el error es grande.
Para examinar el efecto de los tamices moleculares mesoporosos sobre la absorbancia, ¿0,1, 0,6 y 0,9 mg de SBA? 15 (sin Lu001), utilizar agua destilada como muestra de referencia, medir su absorbancia y calcular la desviación de concentración que puede ser causada por la determinación de proteínas. ¿La Tabla 2 muestra la SBA? 15 tiene una absorción UV evidente. Por lo tanto, la solución de muestra en este experimento se centrifugó a 10.000 r/min para eliminar la interferencia de los tamices moleculares mesoporosos en la absorbancia. Tabla 1 Diferentes métodos para la determinación de la concentración de proteínas Tabla 2 ¿SBA? Efecto de 15 sobre la absorbancia La Tabla 3 muestra el SBA determinado mediante diferentes métodos cuantitativos. La cantidad fija de CRL es 15 (sin Lu001) y la concentración bruta inicial de enzima de tres experimentos paralelos es 6 g/L, ¿SBA? La dosis de 15 portador es de 0,36 gy los resultados de la medición del método UV de longitud de onda dual son ligeramente superiores a los del método BCA. Los resultados del método UV de longitud de onda única son mucho más altos que los del método de longitud de onda dual y el método BCA. La Tabla 3 también muestra que el método BCA es más preciso que los métodos UV de longitud de onda única y de longitud de onda doble porque el método BCA se basa en la reacción de color para detectar la absorbancia y tiene una alta sensibilidad, mientras que los tamices moleculares mesoporosos no participan en la reacción de color y tiene una gran capacidad antiinterferente y reproducibilidad. Tiene buena estabilidad y es más adecuado para detectar la cantidad de inmovilización de enzimas y la cantidad de fuga de enzimas del portador de tamiz molecular mesoporoso. La espectrofotometría UV se divide en tres tablas según las impurezas y los mesoporos residuales en el. solución: ¿SBA? La cantidad fija de CRL y enzima cargada en 15
◆: La cantidad de proteína inmovilizada ◇: La cantidad de enzima agregada; La interferencia subsidiaria es grande. Dado que los resultados del método UV de doble longitud de onda para determinar la inmovilización enzimática son similares a los del método BCA, si las condiciones experimentales son limitadas o para no consumir muestras y hay pocos factores que interfieran, el método UV de doble longitud de onda puede Se puede utilizar en lugar del método BCA para determinar la inmovilización de la enzima. La interferencia de los tamices moleculares mesoporosos en cada muestra puede compensarse mediante el equilibrio de materiales.
3.2 ¿BSA a diferentes concentraciones iniciales de enzima? 15. La cantidad de enzima inmovilizada en el portador
El método BCA se utilizó para determinar la cantidad de CRL inmovilizada por LLSD1 en diferentes concentraciones iniciales de enzima. La Figura 3 muestra que cuando la concentración de enzima es menor, ¿SBA? 15 La cantidad de inmovilización y la capacidad de carga de enzima del portador en CRL aumentan linealmente con el aumento de la concentración de enzima. Sin embargo, cuando la concentración de proteína enzimática alcanza aproximadamente 0,29 g/L (la concentración de enzima cruda es aproximadamente 1 g/L), la cantidad de inmovilización. y disminución de la capacidad de carga de enzima. La cantidad alcanzó un nivel estable y la carga máxima de enzima fue de 114,2 mg/g.
3.3 ¿Dos tipos de SBA? Cantidad de inmovilización enzimática del portador 15
Bajo las mismas condiciones con una concentración de enzima inicial de 2 g/L y una dosis de tamiz molecular de 0,12 g, la inmovilización de LLSD1 y LU01 en CRL Figura 4 LLSD 1(a ) y fotografía SEM de Lu001 (b).
Figura 4 Imágenes SEM de llsd 1 (a) y lu001 (b). Las cantidades de llsd 1 (a) y lu001 (b) son 13,70 y 2,00 mg respectivamente; las cantidades de carga de enzima son 114,2 y; 16,6 mg/g respectivamente. Se puede ver que la cantidad de inmovilización y la capacidad de carga de enzimas de LLSD1 son mucho mayores que las de Lu001. La Figura 4 muestra imágenes SEM de LLSD1 y Lu001. Se puede ver que su apariencia y forma son básicamente las mismas, ¿y todos pertenecen a la SBA? No existe una diferencia obvia de tamaño entre las formas tradicionales de 15 [9]. La Figura 5 muestra el FT de LLSD1 y Lu001. Se puede ver en el espectro infrarrojo que la cantidad de grupos hidroxilo en la superficie de LLSD1 es mayor que la de Lu001. Dado que la adsorción de enzimas se completa mediante enlaces de hidrógeno entre la enzima y los grupos hidroxilo en la superficie del material mesoporoso, los grupos hidroxilo en la superficie de los tamices moleculares mesoporosos pueden promover la adsorción de enzimas a través de enlaces de hidrógeno [10].
¿Suave? ¿Lu001(1) y LLSD1(2) en la Figura 5? Espectro infrarrojo
¿Figura 5 pies? La diferencia en los espectros infrarrojos de las enzimas inmovilizadas de Lu001 (1) y 1 (2) puede estar relacionada con el contenido de hidroxilo del tamiz molecular mesoporoso. Un mayor contenido de hidroxilo es beneficioso para la inmovilización de más CRL.
3.4 ¿ABS? 15 Fugas de enzimas inmovilizadas
Las enzimas inmovilizadas tienden a "caerse" a la fase acuosa y convertirse en enzimas libres, es decir, "fugas" [11]. La Figura 6 muestra que después de 100 h, la tasa de fuga del CRL inmovilizado de Lu001 en la solución tampón fue del 0,56% y la de LLSD1 fue del 0,53%, lo que indica una fuga baja. 15 es un buen vehículo para la inmovilización de enzimas. ¿Podría la baja tasa de fuga estar relacionada con la SBA? 15 apertura. Los estudios [3, 12] han demostrado que cuando el tamaño de poro del material mesoporoso es adecuado para el tamaño de la molécula de enzima, la estabilidad de la enzima inmovilizada es mejor. Los diámetros de poro de Lu001 y LLSD1 son ambos de 7,18 nm, y el diámetro cinético de la lipasa de Candida es de aproximadamente 5 nm, lo que hace que las moléculas de enzima simplemente se fijen en los poros y sean difíciles de filtrar.
◆, ■, ▲, ● son fugas; ◇, △, ◇ son tasas de fuga, donde ◆, ◇: 0,12 g LLSD 1, carga de enzima 114,2 mg/g ■, boca: 0,24 g LLSD1; , carga de enzima 111,3 mg/g; ▲, △: 0,36 g de Lu001, carga de enzima 14,2 mg/g; ●, ○: 0,36 g de lu001, carga de enzima 16,6 mg/g.
2 Lei Jun, Fan Jun, Yu Chunzhou, Zhang Liyong, Jiang Shaoyong, Tu Bo, Zhao Dayong, 2004. , 73: 121~128
3¿ISA? ¿H-Magna? ¿E-Cooney? ¿J.Hodnet? ¿B? k. Journal of Molecular Catalysis B: Enzymology, 2007, 49: 61~68
4 Rosales? Hernández M.C. Mendieta? ¿Correa? Basuto J, Vázquez? Alcántara J.I, Tres? Rojas E. Trujillo? Ferrara J. Revista Internacional de Biomacromoléculas, 2007, 40: 444 ~ 4485 Gao Bo (Gao Bo), Zhu Guang? Montaña (Zhu Guangshan) ¿Qi (Fu Xueqi)? Hong (Xin Minghong), (,)? trueno(,)? Ética (realismo). Químico. j. Revista de Universidades Chinas (Revista de Química de las Universidades Chinas), 2005, 26(10):1852 ~ 1854.
6 Humphrey H P Y, Wright P A, Botting N P. Materiales microporosos y mesoporosos. 2001, 44?45: 763~768
7 He Jun, Xu Yong, Ma Hong. Revista de ciencia de interfaces y coloides, 2006, 298: 780~786
8 Xu Jian. (Xu Jian), Yang Li? Ming () Wang Yu? ¿Jun(Wang Yujun)? Sheng (Luo Guangsheng), Dai ¿Tú? Yuan (Dai Yiyuan). Revista de Ingeniería e Industria Química (China), 2006, 10 (57): 2407 ~ 2410.
9 Zhao Diyang, Feng Jianlin, Huo Qingsheng, Nicholas, Frederiksen, Schmelka, Stucki, 1998, 279: 548~552
10 Zheng Liyan, Zhang Shuqing, Zhao Lifeng. , Zhu Guosheng, Yang Xiaoyan, Gao, Cao Shengguo. Journal of Molecular Catalysis B: Enzymology, 2006, 38: 119~125
11 Zhu Yufeng, Shen Weihui, Dong Xiaoping, Shi Jianlin. Research, 2005, 20: 2682~2690
12 Diaz J F, Balkus K J. Journal of Molecular Catalysis B: Enzymology, 1996, 2: 115~126